一、引言
DNA/RNA提取是分子生物学实验中至关重要的预处理环节，离心步骤贯穿样本裂解、杂质去除、有机相分离和核酸沉淀等多个阶段。合理优化离心机参数可提高核酸产率、纯度与完整性，减少降解和交叉污染风险，确保下游应用（如PCR、测序、芯片分析）结果可靠。本篇将从离心加速度、时间、温度、转子类型、管架匹配等维度，系统阐述DNA/RNA提取中离心参数的优化策略。

二、DNA/RNA提取流程概述
常见提取流程包括细胞或组织裂解、蛋白质和细胞残骸去除（通常借助有机溶剂或柱层析）、水相和有机相分离、乙醇或异丙醇沉淀、洗涤脱盐及再悬浮。每一步均涉及离心分离，参数设置不当可能导致核酸损失、蛋白质残留或有机溶剂夹带，影响后续纯化效率和测序准确度。

三、离心加速度（g值）优化

1. 裂解后粗分离：通常在2 000–4 000×g范围内，5–10 min，可快速沉降细胞碎片与大分子杂质，避免过高g值导致DNA断裂。

2. 有机相分层：Phenol/Chloroform抽提后，多采用10 000–12 000×g，10–15 min，以形成清晰相界，保证最大化回收水相核酸。

3. 酒精沉淀：乙醇或异丙醇（最终浓度70–80%）沉淀时，建议12 000–16 000×g、15–20 min，能使DNA/RNA充分聚集为肉眼可见的颗粒。
   适当降低g值可减少剪切风险，提高长链DNA的完整性；过低则可能导致颗粒松散、难以回收。

四、离心时间设定
离心时间需配合加速度共同决定分离效果。短时高g与长时中g各有利弊：短时间高g可快速完成分离，但可能使微量核酸随杂质残留；中等g值长时间（20–30 min）沉淀更均匀。针对低丰度样本，建议延长沉淀时间，以确保回收率；对于高分子量RNA，适当延长裂解后粗分离时间可去除更多蛋白质。

五、温度控制要点
RNA易被RNase降解，DNA对温度敏感也可发生断裂。提取过程中大部分离心步骤推荐在4 °C下进行：冷却可抑制酶活性、减缓降解；同时需预先将转子、离心管和缓冲液冷却至4 °C。对于超速离心沉淀或梯度离心分离，可启用离心机Peltier模块，实时监控并维持±0.5 °C波动范围。

六、加速/减速曲线设置
离心机通常提供急停（brake）或缓停（no brake）两种模式。

• 缓停：在DNA/RNA沉淀和有机相分层时使用，可避免快速减速产生的扰动和气泡，保证相界稳定；

• 急停：适用于粗分离阶段，可节省时间，但不宜用于细胞裂解或乙醇沉淀结束后。
  可针对不同步骤自定义加减速等级（如Add Rate = 3／Brake Level = 1），以兼顾效率与沉淀质量。

七、转子类型与管架匹配

1. 角转子（Fixed Angle）：离心力方向固定，沉淀易贴壁，适合快速分离；缺点是界面不平整，取水相需小心。

2. 水平转子（Swing Bucket）：沉淀层平直，更易取水相且分层清晰，适合有机相抽提；运行稳定性稍低，需注意平衡。

3. 梯度转子（Density Gradient）：在蔗糖或OptiPrep梯度中分离密度相近核酸，如线性双链DNA片段分级，但操作复杂。
   管架与离心管必须一一配对，避免异型号和不同材质组合，以免失衡或泄漏。

八、样本体积与浓度对比
离心力与样本体积共同影响沉降效率。管内体积超标（＞80%容量）会削弱分离效果并增加泄漏风险；过低浓度（如<10 ng/μL时）沉淀不易聚集，建议适当减少离心管内液面高度或使用低结合管以减小样本扩散。对于稀释样本，可先浓缩或采用Carrier（如乙酸钠）助沉淀。

九、裂解与混匀阶段离心
在裂解缓冲液中，蛋白质、细胞膜碎片需通过离心清除。充分混匀后，在3 000–5 000×g、5–10 min下清除大部分杂质，有助于后续酚氯仿抽提或硅胶柱加载。不宜过度加速，以免将高分子DNA剪断。

十、Phenol/Chloroform抽提离心参数

1. 按1：1体积比例加入等体积酚/氯仿，剧烈振荡30 s以充分混合；

2. 在10 000×g、10 min、4 °C条件下离心；

3. 取上清水相时注意从离心管近侧轻轻移液，避免有机相残留。
   必要时可重复1–2次，以最大程度去除蛋白质和脂质污染。

十一、酒精沉淀离心优化

1. 添加2–2.5倍体积的预冷乙醇或1.1倍体积的异丙醇，并轻柔颠倒混匀；

2. 12 000–16 000×g、15–20 min于4 °C沉淀；

3. 去除上清后，用70%乙醇在8 000×g、5 min冲洗一次；

4. 若样本量小于1 μg，可加载载体（如glycogen）协助沉淀。
   此阶段参数须确保沉淀完整、无气泡产生，否则后续洗涤难以进行。

十二、洗涤步骤离心条件
70%乙醇洗涤时，离心速度可适当降低至8 000×g、5 min，既能清除盐分，又能减少核酸再次溶解风险。洗涤可重复1–2次，最后一次洗涤使用无菌去离子水或TE缓冲，在5 000×g、2–3 min下快速离心去除残留液。

十三、脱水与烘干策略
洗涤后去除残余液体，轻敲离心管并倒置沥干，再于室温或37 °C恒温烘箱中轻轻吹风或置于离心管架上开盖自然风干5–10 min，避免过度烘干导致DNA难以溶解。切忌使用高温（＞50 °C）或真空烘干，以防核酸降解。

十四、样本再悬浮与回收率
使用适量TE缓冲或无RNA酶水（10–50 μL）重悬沉淀，并在室温下静置5–10 min后轻轻吹打或短暂（1 000×g、1 min）低速离心，确保核酸充分溶解。可在纳米滴定板或比色计上测定浓度和纯度（A260/A280、A260/A230），最佳比值分别在1.8–2.0和2.0–2.2区间。

十五、检测指标与质量评估
除紫外分光光度法外，建议进行琼脂糖凝胶电泳、片段分析或Agilent Bioanalyzer检测RNA完整度（RIN值）和DNA大小分布。RNA提取应确保RIN＞7，DNA应呈高分子量条带。若样本被降解或出现RNA降解产物，需回溯离心温度、时间及加速曲线设置。

十六、常见问题及排除方法

• 核酸产量低：检查裂解充分性、离心时间和g值；可延长沉淀时间或加载载体。

• 核酸断裂：避免过高g值和急停模式；使用缓减速并降低离心强度。

• 有机相污染：确保有机相分层彻底，必要时多次抽提。

• 盐离子残留：增加洗涤次数或使用更高浓度乙醇（80%），并确保离心完好去除洗涤液。

十七、高通量与自动化平台集成
在自动化液处理系统中，离心模块需可远程控制转速、温度及曲线，并通过机械手臂实现管架交换。为避免反复手动平衡，建议使用预校准平衡块或在线质量感应模块，实现多管并行一键离心。

十八、仪器校准与维护建议
定期进行转速校准（使用校准仪或测速仪）、温度校验（借助数字温度计）及加速曲线测试。每三个月进行转子动平衡检测，每半年更换密封圈并润滑轴承，确保设备长期稳定运行。

十九、安全操作与废物处理
操作时佩戴防护眼镜、手套和实验室外套；避免管体破裂和有机溶剂泄漏。废液需按含有机溶剂和生物危害分类收集，集中处理或交由专业机构处置，防止实验室污染。

二十、结论与展望
通过对离心加速度、时间、温度、加减速模式、转子类型及管架匹配等参数系统优化，可大幅提高DNA/RNA提取的效率、纯度与完整性。随着微流控离心芯片、智能化离心机和在线质量监控的发展，未来核酸提取流程将更趋自动化、标准化，为临床检测、高通量测序和单细胞分析等应用提供更为可靠的样本前处理保障。