一、离心力与转速的理论基础
离心分离依赖于离心力将细胞等颗粒推向管壁并沉降，其大小由相对离心力RCF（×g）决定，计算公式为：

ini复制编辑RCF = 1.118 × 10⁻⁵ × r × (rpm)²

其中 r 为离心半径（cm），rpm 为每分钟转数。低速离心机通常可在200–5000 rpm 区间内调节，转换为RCF多在20×g至2000×g。仅靠rpm并不能直观体现作用力，需结合转子半径换算成RCF，以便在不同机型之间保持实验可重现性。

二、常见悬浮细胞类型与转速范围

1. 血液细胞（红细胞、白细胞、血小板）

• 分离全血时常用 300–500×g，约1500–2000 rpm，运转10分钟；

• 若仅收集白细胞层，可在400×g（约1800 rpm）离心5分钟，快速沉淀；

2. 哺乳动物细胞系（贴壁/悬浮）

• HEK293、CHO、HeLa 等常见细胞离心 200–300×g（约1000–1500 rpm），4–5 分钟；

• 对于较脆弱或原代细胞，推荐 100–150×g（约800–1000 rpm），3 分钟以内；

3. 植物细胞与藻类

• 多为较大细胞，常用 500–800×g（2000–2500 rpm），5–10 分钟；

• 叶绿体分离可提升至1000×g（3000 rpm 左右），但时间应缩短至2–3 分钟；

4. 微胞器或亚细胞成分

• 若用低速分离线粒体或核苷体前级，可在600–1000×g，5 分钟左右将粗颗粒沉出，随后再进行高速离心；

5. 微球、纳米颗粒体系

• 有机或无机微粒因密度较高，可在800–1200×g（3000–4000 rpm）下离心10分钟，确保清晰沉降。

三、实验参数的优化与加速/减速曲线

1. 加速（Acceleration）

• 建议选择缓冲或中等模式，避免瞬时冲击剪切力损伤细胞；

2. 减速（Deceleration）

• 缓慢减速可防止细胞重悬或梯度混合，尤其在分层收集白细胞或微粒时至关重要；

3. 温度控制

• 普通室温即可，但对热敏细胞或长时间离心可开启4℃冷却模式；

4. 时间设定

• 离心时间一般不超过10分钟，过长易形成过度紧密沉淀，不利于后续重悬；

• 对原代或干细胞等高灵敏样本，应将时间控制在3–5 分钟内。

四、离心管材质、容量与转子选择

1. 离心管材质

• 聚丙烯（PP）管耐高转速且化学稳定；

• 聚苯乙烯（PS）管透明度好，适合可视离心，但耐压略差；

2. 容量匹配

• 常用1.5–2 mL管离心小体积；50 mL锥形管用于大规模沉淀；

3. 转子类型

• 固定角度转子（固定角度30°–45°）便于沉淀集中于管壁；

• 摆动臂转子可获得平整的样本层面，适合梯度离心或分层收集。

五、样本预处理与后续重悬策略

1. 预处理

• 悬浮细胞应先用PBS或培养基轻轻吹打分散；

• 避免大团块或细胞凝集，以保证均一沉降；

2. 离心后弃上清

• 倾倒或吸取时保持管口倾角20°–30°，减小扰动；

3. 重悬方法

• 加入少量缓冲液后轻轻上下吹打或颠倒混匀，不宜剧烈振荡；

• 对于粘附性强的细胞，可使用刮刀或铲头辅助分散。

六、质量控制与设备校准

1. RCF 校准

• 定期测量转子半径，并校正仪器显示的rpm与实际离心力；

2. 平衡校验

• 每次使用前确保对称配对试管，平衡误差不超过0.1 g；

3. 温度监测

• 监测离心过程中的腔室或样本温度，防止脱水或热损伤；

4. 清洁与保养

• 离心后及时擦拭管架与转子内腔，防止残留物积聚影响平衡。

七、实际案例与参数验证
某实验室在分离小鼠脾脏淋巴细胞时，以1500 rpm（约400×g）、5分钟离心，通过缓速减速模式，实现了＞90％活细胞回收率；而相同样本若直接使用250×g（约900 rpm）仅能回收约70%，说明合适的离心力和时间组合对不同样本需反复验证。

八、总结与建议

• 先验测试：对照不同rpm和离心时间组合，评估细胞回收率与活性；

• RCF为准：记录转子半径，务必用RCF而非rpm制定方案；

• 温度与加减速：冷却与缓冲模式能有效提升细胞存活；

• 文档记录：建立标准操作流程（SOP），包括转速、时间、温度、管型、转子号等信息，保证实验可重复性。