一、引言
在生命科学研究与临床检验中，离心分离是常见的样本初步处理手段。根据应用需求，科研人员可选择低速离心或高速离心进行不同阶段的分离。合理选用转速参数既能保证目标组分的有效回收，又能避免操作对生物结构的破坏，实现样本质量与实验结果的平衡。本文将从原理基础、样本分类、速度影响、噪声与温度效应、操作流程、安全风险，以及具体应用案例等角度，系统探讨低速离心与高速离心在生物样本预处理中各自的优势与局限，并给出选型建议。

二、离心速度与分离原理
离心分离依赖于高速旋转产生的离心力场，将混合物中密度不同的成分按沉降速度依次分离。离心力大小可用相对离心力（RCF）表示，计算公式为RCF=1.118×10⁻⁵×r×(rpm)²，其中r为转子半径（毫米），rpm为每分钟转速。低速离心通常指RCF低于3,000×g或转速低于4,000 rpm；而高速离心多指RCF在10,000×g以上或转速超过10,000 rpm。不同离心阶段对颗粒沉降效率、样本完整性及热敏性保护提出不同要求，因此需结合实验目标进行速度选择。

三、样本结构与预处理需求

1. 大颗粒细胞或组织碎片
   如动物组织匀浆、细胞团块、植物细胞壁残片等，颗粒直径较大、密度差异明显，采用低速离心（500–1,000×g）即可快速沉降。快速回收后，去除上清进行后续处理。

2. 微米级颗粒与细胞器
   如线粒体、溶酶体、胞外囊泡等亚细胞结构，密度与尺寸较小，需要中速或高速离心（10,000–20,000×g）方能完全沉降。若前期采用低速离心去除大型杂质，再用高速离心富集目标，可提高纯度。

3. 分子级溶液
   如蛋白沉淀、DNA/RNA提取、纳米颗粒富集等，颗粒尺寸从十几纳米到数十纳米，必须借助超速离心设备（>100,000×g）实现完全分离，低速离心无法满足效率需求。

四、低速与高速离心的优缺点对比

• 低速离心优势

• 样本保护性好：离心力场相对温和，对细胞膜及蛋白复合物损伤较小；

• 操作简便：无需长时间预冷或停机冷却，易于快速分批处理；

• 设备成本低：普通实验室常备低速离心机，使用维护费用较低。

• 低速离心局限

• 分离效率有限：对小颗粒或溶液中微细组分回收率低；

• 上清清晰度不足：残留微粒可能影响后续精密测定。

• 高速离心优势

• 富集效率高：能够回收直径小、密度高的目标组分；

• 上清透明度好：杂质去除彻底，有利于后续纯化与分析。

• 高速离心局限

• 热效应显著：转子高速运转产生摩擦热，需严格温度控制；

• 对样本冲击大：可能导致细胞破裂、蛋白变性或酶活性丧失；

• 设备及维护成本高：需要冷冻系统及抗腐蚀转子，检修周期短。

五、温控与加减速程序
无论低速还是高速离心，温度管理都至关重要。对于RNA提取、蛋白酶活性测定、活细胞回收等需保护生物活性或酶功能的实验，应使用带制冷功能离心机，预冷至少10分钟至4 ℃，并在离心过程中保持恒温。加速与减速曲线影响样本扰动程度，缓冲加速（ACCEL 2–3）与缓慢制动（DECEL 1–2）可减少样本重悬浮和离心管破裂风险，尤其在高速条件下更显必要。低速阶段可适当加快加速曲线，但应保证配对平衡管重量一致。

六、操作流程与预处理步骤

1. 平衡配对
   离心管或转子槽对称放置、等质量配对，误差不超过0.1 g；

2. 样本分装
   根据实验需求，将匀浆或悬液分装于离心管中，管中空间预留20%以防飞溅；

3. 预清杂质
   对含大块组织或细胞团的样本，先以500×g离心5–10分钟去除粗大颗粒，再选择合适速度；

4. 主离心步骤

• 若目标为大细胞、组织残留，推荐500–1,500×g离心5–10分钟；

• 如收集胞细胞器，使用10,000–15,000×g离心10–20分钟；

• 对溶液中纳米颗粒或蛋白沉淀，可采用15,000–20,000×g离心20–30分钟；

5. 上清分离
   离心结束后迅速取出离心管，使用移液枪吸取上清，避免扰动沉淀；

6. 二次富集
   对于高纯度需求，可重复上述离心步骤，以提高回收率与纯度；

7. 样本保存
   离心后所得沉淀根据实验需求添加缓冲液或裂解液并立即置于冰上保存，避免长时间暴露。

七、选择策略与决策流程
在实际预处理流程中，样本性质与实验目的决定离心速度。建议遵循以下决策树：

1. 是否需要保留活细胞？

• 是：优先低速离心（≤1,000×g），最大程度保护细胞结构；

• 否：可根据需要切换高速模式。

2. 目标颗粒尺寸？

• 大于5 μm：低速即可；

• 0.1–5 μm：需中高速；

• 小于0.1 μm：需超速。

3. 对上清透明度要求？

• 一般检测：500–1,000×g；

• 光密度或荧光定量：建议10,000×g以上；

4. 对温度及酶活性敏感度？

• 高敏感：全程4 ℃操作并缓慢制动；

• 低敏感：室温或预冷后可适度加速。

八、常见应用案例

1. 细菌回收

• 大肠杆菌：3,000×g／5分钟即可；若需下游蛋白纯化，可先500×g预离心去碎片，再10,000×g收菌体；

2. 真核细胞传代

• HEK293、CHO等贴壁细胞：300×g／3–5分钟，轻柔离心保护细胞膜；

3. 胞外囊泡提取

• 建议先2,000×g／20分钟去除细胞残骸，再10,000×g／30分钟去大颗粒，最后100,000×g／60分钟富集囊泡；

4. 血浆／血清制备

• 采集全血后1,500×g／10分钟，分离上清；若需除血小板可再次2,500×g／15分钟；

5. 组织匀浆上清分离

• 初步碎片沉淀：1,000×g／5分钟；胞器富集：10,000×g／15分钟。

九、常见误区与风险防范

• 未经平衡直接高速离心
  易导致离心机振动剧烈、转子损伤或管子破裂；

• 超速进行低温离心
  超过设备额定值会触发保护系统并造成实验中断；

• 忽视管壁残留
  悬浮微粒附着可造成后续测量误差，需用缓冲液轻轻洗涤；

• 长时间停留在离心机中
  室温条件下样本可能自发降解，建议离心结束后立即取出。

十、总结与建议
生物样本预处理阶段，低速离心与高速离心并非对立，而是互补。前者适用于去除大颗粒杂质、保持细胞活性；后者优势在于高效富集微米及亚微米结构。合理设计流程应结合样本特性与实验终点，先以低速步骤去粗取精，再选择合适高速方案精细富集。操作时务必严格平衡配对、温度控制及加减速设置，以避免样本损伤和设备故障。通过科学决策树与案例参考，科研人员可灵活切换转速参数，最大化样本回收率与实验可重复性，为后续分析与研究提供坚实基础。